基于衍生基质/复合支架的肿瘤模型构建和黄芪多糖抗乳腺癌活性及机制研究
发布时间：2023-03-11 15:20
近年来,植物多糖因具有多途径、多靶点及多环节的特点在抗肿瘤方面的研究一直比较活跃。黄芪多糖(Astragalus polysaccharides,APS)因可通过直接的杀伤肿瘤细胞或增强机体免疫活性途径发挥抗肿瘤的作用受到研究者的关注。药物抗肿瘤活性的研究离不开肿瘤模型,其中三维体外组织工程肿瘤培养系统因能更好模拟体内肿瘤微环境,逐渐成为研究肿瘤生物学及预测新型药物的重要组成部分。作为构建组织工程肿瘤基本因素之一,支架的选择尤为重要。脱细胞支架因可较好保留原细胞外基质(Extracellular matrix,ECM)成分、生理生化及机械性能,已被广泛用于肿瘤模型的构建。本研究制备一种新型的脱细胞猪肺衍生支架并进一步构建3D肿瘤模型,从体外2D、3D培养和小鼠皮下种植瘤等多种肿瘤模型综合考察了 APS的抗乳腺癌作用及机制。同时,利用网络拓扑的生物信息学方法获得枢纽基因并实验验证APS体内抗乳腺癌的其它可能机制,以便为APS的临床应用提供更多的实验及理论依据。多糖的结构及组成与其生物活性有直接关系,本研究选用美国泛华医药的同一批次APS作为研究对象,通过紫外光谱、IR光谱、NMR及HPL...
【文章页数】：193 页
【学位级别】：博士
【文章目录】：
摘要
abstract
附录 英文缩略词
1 绪论
1.1 研究背景和意义
1.2 多糖抗肿瘤研究进展
1.2.1 多糖结构与抗肿瘤的关系
1.2.2 多糖抗肿瘤机制
1.3 APS的生物活性研究
1.3.1 APS的结构及组成
1.3.2 APS的抗肿瘤活性
1.3.3 APS的其他活性
1.4 肿瘤模型
1.4.1 肿瘤模型种类
1.4.2 3D培养及其优势
1.4.3 3D肿瘤模型分类
1.5 基于生物信息学的功能富集及关键基因分析
1.5.1 生物信息学和基因表达数据库
1.5.2 差异表达基因的分析
1.5.3 功能富集分析
1.5.4 蛋白的相互作用及关键基因分析
1.6 本文选题依据及主要研究思路
2 APS的结构和组分分析
2.1 引言
2.2 实验材料与设备
2.2.1 实验药品
2.2.2 实验仪器
2.3 APS理化性质及结构分析
2.3.1 多糖含量的测定
2.3.2 糖醛酸含量测定
2.3.3 UV分析
2.3.4 FTIR分析
2.3.5 NMR分析
2.3.6 场发射扫描电镜分析
2.3.7 HPLC分析
2.3.8 统计学分析
2.4 结果与讨论
2.4.1 APS的多糖和糖醛酸含量
2.4.2 APS的纯度
2.4.3 APS的结构特征
2.4.4 APS的糖苷键构型
2.4.5 APS的微观结构及元素组成
2.4.6 APS的单糖组成
2.5 小结
3 APS介导巨噬细胞激活及其体外抗乳腺癌活性
3.1 引言
3.2 实验材料与设备
3.2.1 药品与试剂
3.2.2 实验仪器与设备
3.3 实验方法
3.3.1 试剂配制
3.3.2 巨噬细胞和乳腺癌细胞的培养
3.3.3 APS对乳腺癌细胞株的作用
3.3.4 APS对巨噬细胞的免疫调节活性
3.3.5 CM对乳腺癌细胞毒作用的评价
3.3.6 统计学分析
3.4 实验结果与讨论
3.4.1 APS对MCF-7和4T1无细胞毒性
3.4.2 APS介导巨噬细胞激活
3.4.3 CM抑制MCF-7和4T1细胞的增殖
3.4.4 CM诱导细胞周期阻滞
3.4.5 CM促进细胞凋亡
3.4.6 CM通过线粒体通路介导乳腺癌细胞凋亡
3.5 本章小结
4 体外3D肿瘤模型的构建及CM对3D培养MCF-7细胞的抑制作用
4.1 引言
4.2 实验材料与设备
4.2.1 药品与试剂
4.2.2 实验仪器与设备
4.3 实验方法
4.3.1 试剂配制
4.3.2 脱细胞猪肺支架制备及脱细胞效率
4.3.3 脱细胞猪肺支架的物理性能检测
4.3.4 脱细胞猪肺支架的生物相容性
4.3.5 乳腺癌特定标志物的表达
4.3.6 CM对3D肿瘤细胞毒性作用的评估
4.3.7 统计学分析
4.4 实验结果与讨论
4.4.1 脱细胞效率
4.4.2 交联前后脱细胞猪肺支架的物理性能
4.4.3 脱细胞猪肺衍生支架良好的生物相容性
4.4.4 3D脱细胞猪肺培养上调MCF-7乳腺癌特定蛋白的表达
4.4.5 CM抑制3D环境中MCF-7细胞的生长
4.4.6 CM促进3D培养MCF-7细胞的凋亡
4.4.7 CM上调Bax/Bcl-2比例
4.5 本章小结
5 三种不同来源支架构建的肿瘤模型的评估及比较
5.1 引言
5.2 实验材料
5.2.1 药品与试剂
5.2.2 实验仪器与设备
5.2.3 实验动物
5.3 实验方法
5.3.1 试剂配制
5.3.2 三种材料的制备及微观形貌
5.3.3 细胞活性分析
5.3.4 乳腺癌特定标志物蛋白表达
5.3.5 体内局部组织反应
5.3.6 2D及3D培养的细胞对化疗药物的敏感性检测
5.3.7 统计学分析
5.4 实验结果与讨论
5.4.1 三种支架的微观结构及元素组成
5.4.2 三种支架良好的生物相容性
5.4.3 3D培养提高乳腺癌特定蛋白表达
5.4.4 4T1细胞在3D支架不同的生长模式
5.4.5 3D培养促进小鼠体内致瘤性和血管形成
5.4.6 3D培养降低MCF-7细胞对5-FU的敏感性
5.5 本章小结
6 APS体内抗乳腺癌作用及机制
6.1 引言
6.2 实验试剂和设备
6.2.1 实验试剂
6.2.2 实验仪器
6.2.3 实验动物
6.3 实验方法
6.3.1 试剂配制
6.3.2 小鼠乳腺癌模型的建立
6.3.3 小鼠分组及给药
6.3.4 体重及脏器指数测定
6.3.5 小鼠肿瘤及免疫组织病理切片观察
6.3.6 小鼠巨噬细胞中性红吞噬实验
6.3.7 小鼠淋巴细胞的制备及增殖
6.3.8 APS对淋巴细胞分泌细胞因子的影响
6.3.9 肿瘤组织中Bcl-2、Bax和Caspase-3蛋白的表达
6.3.10 数据统计
6.4 实验结果与讨论
6.4.1 APS抑制小鼠体内肿瘤的生长
6.4.2 APS提高小鼠体重和免疫器官指数
6.4.3 APS对小鼠肿瘤组织病理形态的影响
6.4.4 APS改善小鼠胸腺和脾脏组织结构
6.4.5 APS提高小鼠腹腔巨噬细胞的吞噬能力
6.4.6 APS促进小鼠脾淋巴细胞的增殖
6.4.7 APS提高小鼠血清中细胞因子含量
6.4.8 APS对肿瘤组织Bcl-2,Bax和Caspase-3蛋白表达的影响
6.5 本章小结
7 APS体内抗乳腺癌作用的生物信息学研究
7.1 引言
7.2 实验材料和设备
7.2.1 药品与试剂
7.2.2 实验仪器与设备
7.2.3 实验动物
7.3 研究方法
7.3.1 差异表达基因的筛选
7.3.2 差异表达基因的GO和KEGG富集分析
7.3.3 差异表达基因的蛋白质相互作用网络的构建
7.3.4 关键基因的筛选
7.3.5 小鼠乳腺癌模型的建立
7.3.6 小鼠给药
7.3.7 免疫组化分析
7.3.8 统计分析
7.4 研究结果与讨论
7.4.1 识别差异基因
7.4.2 差异表达基因的GO富集分析
7.4.3 差异基因的KEGG富集通路
7.4.4 特定BP差异基因的PPI网络
7.4.5 特定BP-PPI共同表达基因
7.4.6 APS对肿瘤组织中EGFR和ANXA1蛋白表达的影响
7.5 本章小结
8 结论与展望
8.1 结论
8.2 创新点
8.3 展望
参考文献
攻读博士学位期间科研项目及科研成果
致谢
作者简介
本文编号：3759763
【文章页数】：193 页
【学位级别】：博士
【文章目录】：
摘要
abstract
附录 英文缩略词
1 绪论
1.1 研究背景和意义
1.2 多糖抗肿瘤研究进展
1.2.1 多糖结构与抗肿瘤的关系
1.2.2 多糖抗肿瘤机制
1.3 APS的生物活性研究
1.3.1 APS的结构及组成
1.3.2 APS的抗肿瘤活性
1.3.3 APS的其他活性
1.4 肿瘤模型
1.4.1 肿瘤模型种类
1.4.2 3D培养及其优势
1.4.3 3D肿瘤模型分类
1.5 基于生物信息学的功能富集及关键基因分析
1.5.1 生物信息学和基因表达数据库
1.5.2 差异表达基因的分析
1.5.3 功能富集分析
1.5.4 蛋白的相互作用及关键基因分析
1.6 本文选题依据及主要研究思路
2 APS的结构和组分分析
2.1 引言
2.2 实验材料与设备
2.2.1 实验药品
2.2.2 实验仪器
2.3 APS理化性质及结构分析
2.3.1 多糖含量的测定
2.3.2 糖醛酸含量测定
2.3.3 UV分析
2.3.4 FTIR分析
2.3.5 NMR分析
2.3.6 场发射扫描电镜分析
2.3.7 HPLC分析
2.3.8 统计学分析
2.4 结果与讨论
2.4.1 APS的多糖和糖醛酸含量
2.4.2 APS的纯度
2.4.3 APS的结构特征
2.4.4 APS的糖苷键构型
2.4.5 APS的微观结构及元素组成
2.4.6 APS的单糖组成
2.5 小结
3 APS介导巨噬细胞激活及其体外抗乳腺癌活性
3.1 引言
3.2 实验材料与设备
3.2.1 药品与试剂
3.2.2 实验仪器与设备
3.3 实验方法
3.3.1 试剂配制
3.3.2 巨噬细胞和乳腺癌细胞的培养
3.3.3 APS对乳腺癌细胞株的作用
3.3.4 APS对巨噬细胞的免疫调节活性
3.3.5 CM对乳腺癌细胞毒作用的评价
3.3.6 统计学分析
3.4 实验结果与讨论
3.4.1 APS对MCF-7和4T1无细胞毒性
3.4.2 APS介导巨噬细胞激活
3.4.3 CM抑制MCF-7和4T1细胞的增殖
3.4.4 CM诱导细胞周期阻滞
3.4.5 CM促进细胞凋亡
3.4.6 CM通过线粒体通路介导乳腺癌细胞凋亡
3.5 本章小结
4 体外3D肿瘤模型的构建及CM对3D培养MCF-7细胞的抑制作用
4.1 引言
4.2 实验材料与设备
4.2.1 药品与试剂
4.2.2 实验仪器与设备
4.3 实验方法
4.3.1 试剂配制
4.3.2 脱细胞猪肺支架制备及脱细胞效率
4.3.3 脱细胞猪肺支架的物理性能检测
4.3.4 脱细胞猪肺支架的生物相容性
4.3.5 乳腺癌特定标志物的表达
4.3.6 CM对3D肿瘤细胞毒性作用的评估
4.3.7 统计学分析
4.4 实验结果与讨论
4.4.1 脱细胞效率
4.4.2 交联前后脱细胞猪肺支架的物理性能
4.4.3 脱细胞猪肺衍生支架良好的生物相容性
4.4.4 3D脱细胞猪肺培养上调MCF-7乳腺癌特定蛋白的表达
4.4.5 CM抑制3D环境中MCF-7细胞的生长
4.4.6 CM促进3D培养MCF-7细胞的凋亡
4.4.7 CM上调Bax/Bcl-2比例
4.5 本章小结
5 三种不同来源支架构建的肿瘤模型的评估及比较
5.1 引言
5.2 实验材料
5.2.1 药品与试剂
5.2.2 实验仪器与设备
5.2.3 实验动物
5.3 实验方法
5.3.1 试剂配制
5.3.2 三种材料的制备及微观形貌
5.3.3 细胞活性分析
5.3.4 乳腺癌特定标志物蛋白表达
5.3.5 体内局部组织反应
5.3.6 2D及3D培养的细胞对化疗药物的敏感性检测
5.3.7 统计学分析
5.4 实验结果与讨论
5.4.1 三种支架的微观结构及元素组成
5.4.2 三种支架良好的生物相容性
5.4.3 3D培养提高乳腺癌特定蛋白表达
5.4.4 4T1细胞在3D支架不同的生长模式
5.4.5 3D培养促进小鼠体内致瘤性和血管形成
5.4.6 3D培养降低MCF-7细胞对5-FU的敏感性
5.5 本章小结
6 APS体内抗乳腺癌作用及机制
6.1 引言
6.2 实验试剂和设备
6.2.1 实验试剂
6.2.2 实验仪器
6.2.3 实验动物
6.3 实验方法
6.3.1 试剂配制
6.3.2 小鼠乳腺癌模型的建立
6.3.3 小鼠分组及给药
6.3.4 体重及脏器指数测定
6.3.5 小鼠肿瘤及免疫组织病理切片观察
6.3.6 小鼠巨噬细胞中性红吞噬实验
6.3.7 小鼠淋巴细胞的制备及增殖
6.3.8 APS对淋巴细胞分泌细胞因子的影响
6.3.9 肿瘤组织中Bcl-2、Bax和Caspase-3蛋白的表达
6.3.10 数据统计
6.4 实验结果与讨论
6.4.1 APS抑制小鼠体内肿瘤的生长
6.4.2 APS提高小鼠体重和免疫器官指数
6.4.3 APS对小鼠肿瘤组织病理形态的影响
6.4.4 APS改善小鼠胸腺和脾脏组织结构
6.4.5 APS提高小鼠腹腔巨噬细胞的吞噬能力
6.4.6 APS促进小鼠脾淋巴细胞的增殖
6.4.7 APS提高小鼠血清中细胞因子含量
6.4.8 APS对肿瘤组织Bcl-2,Bax和Caspase-3蛋白表达的影响
6.5 本章小结
7 APS体内抗乳腺癌作用的生物信息学研究
7.1 引言
7.2 实验材料和设备
7.2.1 药品与试剂
7.2.2 实验仪器与设备
7.2.3 实验动物
7.3 研究方法
7.3.1 差异表达基因的筛选
7.3.2 差异表达基因的GO和KEGG富集分析
7.3.3 差异表达基因的蛋白质相互作用网络的构建
7.3.4 关键基因的筛选
7.3.5 小鼠乳腺癌模型的建立
7.3.6 小鼠给药
7.3.7 免疫组化分析
7.3.8 统计分析
7.4 研究结果与讨论
7.4.1 识别差异基因
7.4.2 差异表达基因的GO富集分析
7.4.3 差异基因的KEGG富集通路
7.4.4 特定BP差异基因的PPI网络
7.4.5 特定BP-PPI共同表达基因
7.4.6 APS对肿瘤组织中EGFR和ANXA1蛋白表达的影响
7.5 本章小结
8 结论与展望
8.1 结论
8.2 创新点
8.3 展望
参考文献
攻读博士学位期间科研项目及科研成果
致谢
作者简介
本文编号：3759763
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